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Forschungsbericht 2013

Forschungsberichte 2008 , 2009 , 2010 , 2011 , 2012 , 2013 , 2014 , 2015 , 2016

Allgemeine Informationen und Forschungsprofil der Abteilung

  

Die molekularen Grundprinzipien der Funktion sog. Motorproteine stehen im Zentrum der wissenschaftlichen Interessen des Instituts. Diese Motorproteine treiben praktisch alle bekannten Bewegungs- und Transportprozesse an. Dazu gehören intrazelluläre Transportphänomene, Formänderungen von Zellen sowie verschiedensten Arten der Fortbewegung von Zellen und Organismen. Für die vielfältigen Transport- und Bewegungsphänomene sind Motorproteine aus drei Familien verantwortlich, den Myosinen, die mit Aktinfilamenten interagieren, sowie den Dyneinen und Kinesinen, die Kräfte und Bewegungen im Zusammenspiel mit Mikrotubuli erzeugen.

 

In jüngerer Zeit rückte die Relevanz dieser Motorproteine bei Erkrankungen in das Zentrum des Interesses des Instituts. Zu Erkrankungen, die auf Veränderungen in den Motorproteinen selbst oder assoziierten Proteinen beruhen, gehören z.B. die Familiäre hypertrophe Kardiomyopathie (FHC oder HCM), degenerative Erkrankungen der Motoneurone, die Alzheimer-Demenz oder die Metastasierung von Tumoren.

 

Ziel des neuen Schwerpunktes unserer Forschung ist aufzuklären, wie Mutationen in Motorproteinen oder assoziierten Proteinen deren molekulare Funktionsprinzipien verändern und zu entsprechenden Krankheitsbildern führen. Ein Fokus ist die Aufklärung direkter funktioneller Auswirkungen von Punktmutationen in der ß-kardialen schweren Kette von Myosin 2, die zum Bild der familiären hypertrophen Kardiomyopathie (FHC) führen. Die Aufklärung direkter funktioneller Auswirkungen FHC-assoziierter Mutationen kann einerseits Ansatzpunkte für korrigierende Beeinflussung der primären Funktionsstörungen und des resultierenden Krankheitsbildes eröffnen, andererseits erlauben sie Einblick in die molekularen Funktionsprinzipien der Motorproteine.

 

Neben den funktionellen Auswirkungen solcher Mutationen stellen wir uns der Frage, wie verschiedene Punktmutationen, auch in anderen sarkomerischen und nicht-sarkomerischen Proteinen, zum FHC-Phänotyp führen. Richtungsweisend war die von uns gemachte Beobachtung, dass durch FHC-assoziierte Punktmutationen verursachte funktionelle Veränderungen von Faser zu Faser bzw. von Zelle zu Zelle im M. soleus bzw. im Myokard betroffener Patienten sehr unterschiedlich ausgeprägt sind. Manche Zellen zeigen sogar völlig der Norm entsprechende Funktion. Inzwischen konnten wir zeigen, dass entsprechend dieser funktionellen Varianz ein von Zelle zu Zelle unterschiedlicher Anteil mutierter m-RNA exprimiert wird, von fast ausschließlich wildtyp mRNA bis hin zu fast ausschließlich mutierter m-RNA. Wir postulieren, dass die variable Expression des mutierten ß-kardialen Myosins eine funktionelle Variabilität zwischen benachbarten Kardiomyozyten verursacht, die im  zellulären Netzwerk des Myokards zu Distorsionen im Gewebeverband bis zum FHC-typischen zellulären und myofibrillären Disarray mit Hypertrophie und Fibrose führen. Wir vermuten, dass jede Mutation, die zu relevanten funktionellen Auswirkungen im Kardiomyozyten führt, über Varianz in der Expression des mutierten Proteins von Zelle zu Zelle einen FHC-Phänotyp iniziieren kann.

 

Unsere bisherigen Untersuchungen waren auf skelettmuskuläre Biopsien und Myokardproben aus Myektomien oder Explantaten betroffener FHC-Patienten beschränkt. Um auch longitudinale Studien zur Pathogenese der FHC angehen und auch Mutationen untersuchen zu können, für die wir keinen Zugang zu Patientenproben haben, etablieren wir derzeit drei Ansätze; die Expression von Kopfdomänen des kardialen Myosins in C2C12 Myotuben, die Differenzierung von Kardiomyozyten über induzierte pluripotente Stammzellen aus Hautfibroblasten betroffener Patienten, und die Entwicklung eines Tiermodells (Schwein), das erlaubt, die Entwicklung des FHC-Phänotyps im Detail zu verfolgen.

 

Zur funktionellen Charakterisierung der Proben haben wir ein breites Methodenspektrum etabliert, um auch an kleinsten Proben, z.B. Myofibrillen oder direkt am Einzelmolekül mittels Laserfalle und TIRF-Mikroskopie, funktionelle Auswirkungen von FHC-Mutationen charakterisieren zu können.

 

Recording turnover of ATP by individual myosin molecules using TIRF microscopy

 

Cyclic interactions between the cytoskeletal track, actin, and molecular motors of the myosin superfamily mediate various motile functions, including cargo transport, whole cell movement, muscle contraction, etc.  Myosins, which are mechanoenzymes exploit the energy from adenosine-5'-triphosphate (ATP)-hydrolysis to produce mechanical force against actin filaments, eg., during cargo movement and muscle contraction. ATP hydrolysis is a multi-step process closely coupled to conformational changes in the conserved motor domain of myosins resulting in cargo movement or actin filament sliding. Different steps of the actomyosin ATPase cycle are illustrated in the Figure 1. This classical kinetic scheme for the interaction of a myosin head with an actin filament include the following steps: association of ATP to the myosin head, resulting in dissociation of the myosin head from actin. This is followed by ATP cleavage and the subsequent release of Pi which is linked to the formation of a strongly bound actomyosin complex and a first movement of the light chain binding domain. This in turn is followed by release of ADP and further movement of the light chain binding domain resulting in the formation of a nucleotide free 'rigor' state.

Figure 1. Scheme illustrating major steps of acto-myosin ATPase cycle. States with myosin bound to actin are shown in red, and unbound states in blue. Myosin (M), Actin (A), ATP (adenosine-5'-triphosphate), ADP (adenosine-5'-diphosphate), Pi (inorganic phosphate). (Figure adapted from Murphy et.al., Nature Cell Biology 3, 311 - 315 (2001))

Current understanding of this chemomechanical coupling is primarily based on ensemble measurements performed in solution and muscle fibres. In studies on such large ensembles of myosin molecules, however, crucial reaction steps could be masked by the ensemble averaging and thus may be misleading when relating solution kinetics to structural and functional studies in defining the molecular mechanisms for generation of forces and movements. In addition, ensemble studies can be complicated by mixed populations of myosin molecules, e.g., by the presence of different myosin isoforms or different posttranslational modifications, when extracted from tissue samples or purified from expression systems. This issue of heterogeneous populations of molecules become particularly relevant when wild type and mutant proteins are co-expressed. For example in the cardiovascular disorder, familial hypertrophic cardiomyopathy (FHC), for point mutations in the β-cardiac myosin heavy chain both wild type and mutant myosin proteins are co-expressed and inseparable by any existing biophysical chromatographic technique. Therefore, the precise effect of the mutation on myosin function is difficult to derive from conventional ensemble average measurements.

 

To overcome problems associated with studying large ensemble of protein molecules, we investigated the potential of studying individual enzyme molecules, one by one, for new insights into established systems and to dissect mixed populations of molecules where separation can be particularly challenging.

 

As a first step we analysed ATP turnover by individual myosin molecules extracted from fibers of the Musculus psoas of rabbits. To follow interaction of nucleotide molecules one by one with individual myosin molecules we used fluorescently labelled ATP, Cy3-EDA-ATP (cy3-ethylenediamine-adenosine-5'-triphosphate), as the substrate and a home built total internal reflection fluorescence  (TIRF) microscope with single fluorophor sensitivity by an EMCCD camera to detect single molecule fluorescence. Individual myosin molecules isolated from M. psoas of rabbits were immobilized on a BSA coated cover slip (Fig. 2A) at such low density that only about 10-20 molecules were within a field of view (diameter 30µm). The concentration of Cy3-EDA-ATP was about 30nM. At this concentration freely diffusing Cy3-EDA-ATP molecules contributed to the diffuse background. However, once a Cy3-EDA-ATP molecule became stationary upon binding to a myosin molecule on the substrate surface it started to generate a stationary fluorescent spot that ended upon release of the fluorescently labelled nucleotide from the myosin head domain. At positions in the field of view where a myosin molecule was located, repetitive such fluorescent events could be detected during the observation period (Fig. 2B).

Figure 2. (A) Experimental arrangement to record ATP turnover events from individual myosin molecules using TIRF-microscopy. (B) Example of an intensity time course illustrating an area with repetitive ATP binding events to an individual myosin molecule. The one step increase and decrease in fluorescence intensity relative to background intensity is associated with the binding of Cy3-EDA-ATP and the dissociation of nucleotide (either as Cy3-ATP or Cy3-ADP) from the active site of myosin, respectively. The residence time of fluorescence is termed as ‘on-time’ shown by the green arrows. Pauses between consecutive events are the waiting times or ‘off-times’ (one example marked with the red arrows). (C) An example of an on-time distribution obtained from an individual molecule, plotted as the cumulative on-time distribution and fitted with double exponential decay function. The necessity to use two exponential functions to satisfactorily fit the distribution suggests two populations of events, which are significantly different. τ1 and τ2 are the time constants of the two dwell time populations.

We recorded ATP-turnover by individual myosin molecules, monitoring appearance and disappearance of fluorescent spots upon binding/dissociation of a fluorescent nucleotide to/from the active site of myosin (Figure 2A, B). We studied the time during which a fluorescently labeled nucleotide molecule was bound to a myosin head domain, the “on time” or “dwell time” and the pauses between fluorescent signals, the “off time” or “waiting time”. Both dwell times and waiting times yield information about ATPase kinetics and thus, in principle, allow molecule by molecule detection of differences in ATPase kinetics among individual myosin molecules.

 

Observing individual myosin molecules, one by one, interacting with fluorescent

Cy3-EDA-ATP we found for one and the same molecule two residence times for Cy3-EDA-ATP, a long-lived (time constant, t2), consistent with solution studies, and an unexpected short-lived (time constant, t1) (Figure 2C). The presence of two populations of fluorescence lifetimes generated by individual myosin molecules suggests that termination of fluorescence occurred by two different paths, unexpected from standard kinetic schemes of the myosin ATPase derived previously from ensemble studies. Quite surprisingly, molecules of the same isoform showed substantial intermolecular variability in fluorescence lifetimes, reminiscent of “heterogeneity” among individual molecules previously described for other enzymes. Both features, two residence times and large intermolecular variability, we could observe for fast and slow skeletal muscle class-2 myosins, as well as myosin-1B and a processive myosin, myosin-5b, of D. discoideum.

 

Kinetic modelling of our two fluorescence life-time populations together with earlier solution data implies two conformers of the active site of myosin, one (M) that allows the complete ATPase cycle including ATP cleavage with subsequent release of hydrolysis products while the second conformer (M’) does not hydrolyse ATP, i.e., ATP leaves the active site uncleaved (Figure 3). Statistical analysis and Monte Carlo simulations showed that the intermolecular variability in our studies is essentially due to the stochastic behaviour of enzyme kinetics and the limited number of ATP-binding events (50-150) detectable from an individual myosin molecule, i.e., the limited sample size, with little room for static variation among individual molecules, previously described for other enzymes.

 

While single molecule studies have provided novel information on the conformation of myosin active site, addressing the implication of the new conformer will be the subject of future studies. Another major aim of our single molecule studies will be to characterise mutant and wildtype myosins in mixed populations as found in familial hypertrophic cardiomyopathy.

Figure 3. Scheme describing the myosin ATPase cycle in the absence of actin. M: myosin, T: ATP, D: ADP, Pi: inorganic phosphate, K: equilibrium constant, k: rate constant. In conformer M, ATP binding is followed by cleavage and release of hydrolysis products while in conformer M’, ATP is not hydrolysed but dissociates from the active site uncleaved.

Kinetic modelling of our two fluorescence life-time populations together with earlier solution data implies two conformers of the active site of myosin, one (M) that allows the complete ATPase cycle including ATP cleavage with subsequent release of hydrolysis products while the second conformer (M’) does not hydrolyse ATP, i.e., ATP leaves the active site uncleaved (Figure 3). Statistical analysis and Monte Carlo simulations showed that the intermolecular variability in our studies is essentially due to the stochastic behaviour of enzyme kinetics and the limited number of ATP-binding events (50-150) detectable from an individual myosin molecule, i.e., the limited sample size, with little room for static variation among individual molecules, previously described for other enzymes.

 

While single molecule studies have provided novel information on the conformation of myosin active site, addressing the implication of the new conformer will be the subject of future studies. Another major aim of our single molecule studies will be to characterise mutant and wildtype myosins in mixed populations as found in familial hypertrophic cardiomyopathy.

 

 

Projektleitung: Amrute-Nayak, Mamta (Dr.)

Weitere Forschungsprojekte

 

 

 

Funktionelle Auswirkungen von FHC-assoziierten Mutationen in der Myosin-Kopfdomäne. Biomechanische Untersuchungen an einzelnen Muskelfasern aus M. soleus-Biopsien von FHC-Patienten.

 

Projektleitung: Kraft, Theresia (Prof. Dr.)

Kooperationspartner: Francino, Antonio (Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E; Navarro-Lopez, Francesco (Prof. Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E; Perrot, Andreas, Charité, Berlin; Bauersachs, Johann (Prof. Dr.), Klinik für Kardiologie und Angiologie; Thum Thomas (Prof. Dr.), IFB-Molekulare und Translationale Therapiestrategien, MHH; Schmidtke, Jörg (Prof. Dr.), Institut f. Humangenetik, MHH; Stuhrmann-Spangenberg, Manfred (Prof. Dr.), Institut f. Humangenetik, MHH; McKenna, William J. (Prof. Dr.), The Heart Hospital, University College London, UK;

Förderung: DFG

 

 

Hypertrophe obstruktive Kardiomyopathie: Genotypisierung und Charakterisierung des molekularen Phänotyps durch Untersuchungen an isolierten Kardiomyozyten aus Myektomiegewebe.

 

Projektleitung: Kraft, Theresia (Prof. Dr.);

Kooperationspartner: Perrot, Andreas, Charité, Berlin; Thum, Thomas (Prof. Dr.), IFB-Molekulare und Translationale Therapiestrategien, MHH; Francino, Antonio (Dr.), Navarro-Lopez, Francesco (Prof. Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E; Dos Remedios, Cris (Prof. Dr.), University of Sydney, Sydney, AUS; Fokstuen, Siv (Dr.), Centre Médical Universitaire, Genf, CH; Schmidtke, Jörg (Prof. Dr.), Institut f. Humangenetik, MHH; Stuhrmann-Spangenberg, Manfred (Prof. Dr.), Institut f. Humangenetik, MHH;

Förderung: DFG; StrucMed, MHH

  

 

Kardiomyozyten aus humanen induzierten pluripotenten Stammzellen als in vitro Modell der Familiären Hypertrophen Kardiomyopathie.

    

Projektleitung: Kraft, Theresia (Prof. Dr.);

Kooperationspartner: Zweigerdt, Robert (Dr.), HTTG Chirurgie, MHH; Martin, Ulrich (Prof. Dr.), HTTG Chirurgie, MHH; Fischer, Martin (Dr.), Neurophysiologie, MHH; Wrede, Christoph (Dr.), Institut für Anatomie, MHH; Hegermann, Jan (Dr.), Institut für Anatomie, MHH; Francino, Antonio (Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E; Navarro-Lopez, Francesco (Prof. Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E;

Förderung: StrucMed, MHH

 

 

Generierung eines knock-in FHC-Schweinemodells mit Punktmutation im ß-kardialen Myosin zur Charakterisierung der Pathogenese der FHC.

 

Projektleitung: Brenner, Bernhard (Prof. Dr.); Kraft, Theresia (Prof. Dr.); Montag, Judith (Dr.); Kooperationspartner: Niemann, Heiner (Prof. Dr.), FLI Mariensee; Petersen, Björn (Dr.), FLI Mariensee; Förderung: REBIRTH

 

 

Expressionsanalyse mutierter β-Myosin-mRNA in einzelnen, laser-mikrodissektierten Kardiomyozyten aus Gewebe von Patienten mit Familiärer Hypertropher Kardiomyopathie (single-cell-level allelic imbalance)

 

Projektleitung: Montag, Judith (Dr.); Kraft, Theresia (Prof. Dr.); Kooperationspartner: Wissel, Kristen (Dr.) HNO-Klinik, MHH; Francino, Antonio (Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E; Navarro-Lopez, Francesco (Prof. Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E; Perrot, Andreas, Charité, Berlin;

Förderung: HiLF, StrucMed

 

 

Relative Quantifizierung des Anteils an wildtyp – und mutiertem β-kardialem Myosin auf mRNA und Protein-Ebene in Myokardgewebe und M. Soleus - Biopsien von FHC-Patienten.

 

Projektleitung: Montag, Judith (Dr.); Kraft, Theresia (Prof. Dr.); Kooperationspartner: Pich, Andreas (Prof. Dr.), Toxikologie, MHH; Francino, Antonio (Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E; Navarro-Lopez, Francesco (Prof. Dr.), Hospital Clinic, Barcelona, E; Perrot, Andreas, Charité, Berlin; van der Velden, Jolanda (Prof. Dr.), Vrije Universiteit Amsterdam, NL; Förderung: DFG; StrucMed, MHH

 

 

Analyse der molekularen Mechanismen der allelischen Imbalance in Myokardgewebe bei FHC

 

Projektleitung: Montag, Judith (Dr.); Kraft, Theresia (Prof. Dr.); Förderung: DFG, StrucMed, MHH

 

 

Charakterisierung von Veränderungen der Kontraktionseigenschaften und Calcium-Transienten isolierter Kardiomyozyten bei Hypertrophie-Entwicklung von Mäusen mit muscle RING finger (MuRF) Protein-knock-out.

 

Projektleitung: Geers-Knörr, Cornelia (Dr.); Kraft, Theresia (Prof. Dr.); Kooperationspartner: Fielitz, Jens (Prof. Dr.), Charite, MDC, Berlin; Förderung: DFG

 

 

Funktionelle Charakterisierung von Myofibrillen aus Myektomieproben bei hypertrophisch obstruktiver Form der FHC

 

Iorga, Bogdan (Prof. Dr.); Kraft, Theresia (Prof. Dr.); Brenner, Bernhard (Prof. Dr.)

Kooperation: Perrot, Andreas, Charité, Berlin

Förderung: DFG

 

 

Single molecule studies on β-cardiac myosin heavy chain mutations linked to hypertrophic cardiomyopathy (HCM) in humans.

 

Amrute-Nayak, Mamta (Dr.)

HiLF

 

 

Einfluss von FHC-assoziierten Mutationen im Konverter des β-kardialen Myosins auf die Molekülsteifheit. Messungen am individuellen Myosinmolekül mittels optischer Falle.

 

Brenner, Bernhard (Prof. Dr.)

Kooperation: Steffen, Walter (PD Dr.)

Förderung DFG, StrucMed

 

 

Molekulare Grundlage der Funktionsweise von Myosin 2

 

Projektleiter: Steffen, Walter (Dr. PD)

Kooperation: Brenner, Bernhard (Prof. Dr.) Molekular- und Zellphysiologie, MHH, Manstein, Dietmar, Biophysikalische Chemie, MHH, Chantler, Peter (Prof. Dr.). Royal Veterinary School, London, UK

Förderung: DFG

 

 

Charakterisierung der Motormechanik einzelner Dyneinmoleküle mit Hilfe der optischen Falle.

 

Projektleiter: Steffen, Walter (Dr. PD)

Kooperationspartner: Koonce, Michael (dr.), Wadsworth Center, Albany, NY, USA; Kon, Takahide (Prof. Dr.) Osaka University, Japan

Förderung: DFG

 

 

3D Rekonstruktion der Motordomäne des muskulären Myosins 

 

Projektleiter: Hodgkinson, Julie Lynne (Dr.)

Kooperationen: Morris, Edward (Dr.), The Institute of Cancer Research, London, UK

 

 

Zelluläre Verteilungsmechanismen des mit der Alzheimer-Krankheit assoziierten Tau Proteins

 

Projektleitung: Scholz, Tim (Dr.);

Kooperation: Mandelkow, Eckhard (Prof. Dr.), DZNE und CAESAR Institut, Bonn; van Ham, Marco (Dr.), HZI Braunschweig; Walter, Wilhelm (Dr.), TU Dresden;

Förderung: StrucMed

 

 

Funktionelle Charakterisierung von FHC-assoziierten Mutationen in der Myosin-Kopfdomäne mittels des Aktinfilament-Gleitassays

 

Projektleitung: Scholz, Tim (Dr.), Kraft, Theresia (Prof. Dr.); Förderung: DFG

 

 

Wirkungsmechanismen kleinmolekularer Hemmstoffe auf mitotische Kinesinmoleküle

 

Projektleitung: Scholz, Tim (Dr.);

Kooperation: Kirschning, Andreas (Prof. Dr.), Institut für Organische Chemie, LUH; Schmidt, Christoph (Prof. Dr.), Georg-August-Universität Göttingen; Lakämper, Stefan (Dr.), ETH Zürich; Sasse, Florenz (Dr.), HZI Braunschweig;

Förderung: StrucMed

 

 

Klasse 1 Myosine als Regulatoren von Mikrotubulidynamik und Kinesinfunktion

 

Projektleitung: Scholz, Tim (Dr.);

Kooperation: Tsiavaliaris, Georgios (Prof. Dr.), Biophysikalische Chemie, MHH;

Förderung: DFG

 

 

CO2-Permeabilität biologischer Membranen: Untersuchungen der Mechanismen der Gaspermeation durch Membranproteine, die als Gaskanäle fungieren.

 

 

Leitung: Endeward, Volker (PD Dr.); Al-Samir, Samer (Dr.); Gros, Gerolf (Prof. Dr.)

Kooperationspartner:  Hedfalk, Kristina (Prof. Dr.) Dept. Chemistry Biochemistry,

University of Göteborg, SW; Cartron, Jean-Pierre (Dr.), Centre National de la Transfusion Sanguine, INSERM,  Paris, FR.

Förderung DFG 

 

 

O2- und CO2-Permeabilität künstlicher Lipid-Bilayer-Membranen und von Erythrocytenmembranen mittels stopped-flow und massenspektrometrischer Untersuchungen.

 

Projektverantwortliche: Endeward, Volker (PD Dr.); Al-Samir, Samer (Dr.); Gros, Gerolf (Prof. Dr.)      

Kooperationspartner: Itel, Fabian, Dept. Chemie, Universität Basel, Schweiz.

Tsiavaliaris, Georgios (Prof. Dr.) Biophysikalische Chemie, MHH

Förderung DFG 

 

 

Maximale O2-Verbräuche Gaskanal-defizienter Mäuse und ihre limitierenden Faktoren.  

 

Projektverantwortliche: Al-Samir, Samer (Dr.); Endeward, Volker (PD Dr.); Gros, Gerolf (Prof. Dr.)

Kooperationspartner: Steinlechner, Stephan (Prof. Dr.), Zoologisches Institut, TiHo Hannover. Wollert, Kai C. (Prof. Dr.), Molekulare und translationale Kardiologie, MHH. Wang, Yong (Dr.), Molekulare und translationale Kardiologie, MHH.

Förderung DFG 

 

 

Mechanismus der Interaktion des Anionenaustauschers AE1 und der cytosolischen Carboanhydrase II.

 

Projektverantwortliche: Endeward, Volker (PD Dr.); Al-Samir, Samer (Dr.); Gros, Gerolf (Prof. Dr.)

Kooperationspartner: Sly, William S. (Prof. Dr.), Dept. Biochemistry and Molecular Biology, St. Louis University School of Medicine, St. Louis, USA; Alper, Seth, (Prof.), Harvard University Medical School, Boston, USA; Papadopoulos, Symeon (Prof.), Institut für Vegetative Physiologie, Universität Köln.

Förderung  DFG 

 

 

Die Wirkung von Training mit intensiven Ultrakurzintervallen auf die Dauerleistungsfähigkeit, den Energiestoffwechsel und den Muskelfasertyp.

 

Projektverantwortliche: Meißner, Joachim (Dr.); Gros, Gerolf (Prof. Dr.)

Kooperationspartner: Maassen, Norbert (Prof. Dr.), Sportmedizin MHH und Inst. f. Sportwissenschaften LUH. Engeli, Stefan (PD Dr.), Klinische Pharmakologie MHH

 

 

 

 

 

Charakterisierung einer Muskelzellprimärkultur vom Kaninchen mit besonders ausgeprägter Plastizität.

 

Projektverantwortlicher: Meißner, Joachim (Dr.)

Kooperationspartner: Groos, Stephanie (Dr.) Zellbiologie MHH, Kubis, Hans-Peter, (Dr.), School of Sport, Health and Exercise Sciences, University of Bangor, UK

  

 

 

Weitere Tätigkeiten in der Forschung

   

Brenner, Bernhard (Prof. Dr.) Editorial Board Member Biophysical Journal

Gutachter div. Forschungsförderungsinstitutionen, div. Zeitschriften

Kraft, Theresia (Prof. Dr.): Gutachterin DFG, diverse Zeitschriften.

Montag, Judith (Dr.): Gutachterin für Zeitschrift (Annals of Medicine)

Steffen, Walter (Dr. PD) Gutachter für versch. Zeitschr.

Scholz, Tim (Dr.) Gutachter für das Biophysical Journal und FEBS letters

G. Gros ist als Gutachter für inländische und ausländische Forschungsförderungs-Institutionen tätig.

G. Gros, J. Meißner und V. Endeward sind als Referenten für verschiedene internationale Journale tätig.